Cytométrie en flux - formation de base

Référence
IMC.Y
Mis à jour le 01 juil. 2026

Durée

3 jours, 21 heures

Modalité

Présentiel

Objectifs

Comprendre les principes fondamentaux de la cytométrie en flux

Analyser et interpréter les données obtenues par cytométrie en flux

Prérequis

Connaissances de base en Biologie cellulaire

Public cible

Techniciens, Cadres, Biologistes

Financement

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Salariés

CDI, CDD, secteur privé

Plan de Dév. des Compétences (PDC)
Projet de Transition Pro. (PTP)

Demandeurs d’emploi

Inscrits à France Travail

AIF – France Travail
POEI (Préparation à l'Emploi)
Programme Régional de Formation

Entreprises

TPE, PME et grands groupes

Fonds propres
OPCO (Opérateurs de Compétences)
FNE-Formation

Indépendants

Artisans & professions libérales

FAF (AGEFICE, FAFCEA, FIF-PL)
Financement personnel

Personnes handicapées

Maintien & insertion pro.

AGEFIPH / FIPHFP

Fonction publique

Agents territoriaux, hospitaliers ou d'État

Plan de formation interne

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Programme

Décrire le fonctionnement d'un cytomètre en flux

  • Description de l'appareil :
    - fluidique
    - optique (source de lumière, séparation des lumières émises, détection)
    - électronique (signal pic et intégral, amplification linéaire ou logarithmique, compensation de fluorescence, numérisation des signaux)
    - informatique (analyse et stockage des données)
  • Choix du type de signal (pic ou intégral) et du mode d'amplification dans les applications telles que l'immunomarquage, l'analyse des fonctions cellulaires (phagocytose, changement de pH,...), cycle cellulaire, combinaisons des différentes applications

Identifier les différents fluorochromes

  • Spectres d'excitation et d'émission, compensation de fluorescence

Analyser et stocker des données

  • Histogramme mono et biparamétrique, valeurs statistiques
  • Stockage et analyse en "Listmode"

Définir un protocole expérimental pour l'immunomarquage

  • Choix des anticorps, contrôles, calibration des signaux, réglages du cytomètre

Identifier les problèmes de sécurité

  • Risques biologiques liés à la manipulation d'échantillons et mesures de prévention (EPI, bonnes pratiques)
  • Risques chimiques associés aux fluorochromes et aux solvants (toxicité, phototoxicité, élimination des déchets)
  • Risques physiques : sécurité laser, pression des fluides, risques électriques
  • Procédures de nettoyage, désinfection, décontamination et maintenance du cytomètre
  • Réglementation applicable (biosécurité, sécurité laser), gestion des incidents et traçabilité

Méthodes pédagogiques

Alternance de méthodes pédagogiques variées, adaptées aux différentes capacités à acquérir. Des cours magistraux permettront aux stagiaires d'acquérir les connaissances théoriques nécessaires, tandis que des travaux pratiques leur permettront de se familiariser avec les techniques d'analyse et de diagnostic. Des études de cas seront également proposées, afin d'encourager les stagiaires à développer leur esprit d'analyse et de synthèse.

Les parties théoriques se déroule en grand groupe d'apprenants. Les activités alternant entre cours magistraux (méthode transmissive) ou de travaux dirigés sous forme d'étude de cas (méthode interrogative). Des travaux pratiques (seul ou en petit groupe) avec le matériel adéquat (méthode active) permet de faire le lien entre savoirs et savoir-faire pour permettre l'ancrage des nouvelles capacités professionnels.
Groupes composés d'environ 4 à 15 personnes

Modalités d'évaluation

Une évaluation formative sera réalisée tout au long du programme afin de permettre aux formateurs de fournir un retour régulier aux participants et de les aider à progresser dans leur apprentissage. Elle pourra prendre la forme d'exercices pratiques, de discussions de groupe ou de QCM.

Avis et satisfaction

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